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Kategorie: Einheimische Pflanzen
Vermehrung von Weintrauben durch Stecklinge
Die Weinrebe, die zufällig in der Nähe des Eingangs zu unserer Wohnung wächst, produziert köstliche Trauben. Mehr von diesen Trauben sind wünschenswert und aus diesem Grund wurde versucht, sie durch Stecklinge zu vermehren.
Abb. 1 19.11.22- Weinrebe kurz vor dem Herbstbeschnitt Der Herbstschnitt hat sehr viel Material für Stecklinge geliefert. Die entnommenen Äste wurden untersucht und auf eine für die Stecklingsvermehrung geeignete Größe zugeschnitten. Die Stecklinge wurden in Behälter gelegt, die den unteren Teil des Stängels mit Wasser bedecken. Die Behälter wurden in einem ungeheizten Raum in der Wohnung aufgestellt und vor direkter Sonneneinstrahlung geschützt.
09.01.2023
Zu Beginn der zweiten Januarwoche wurden die Stecklinge kontrolliert. Es wurde festgestellt, dass einige der motivierteren Stecklinge begannen, Wurzeln und Triebe zu bilden.
Abb. 2. Stecklinge von Weinreben am 09.01.23 mit den Anfängen der Wurzelbildung und dem Austreiben der Blätter.
Die am weitesten fortgeschrittenen Stecklinge wurden in Erde gepflanzt, während die Stecklinge, die keine nennenswerte Wachstumsaktivität zeigten, im Wasser belassen wurden.
Abb. 3 09.01.2023 Die weiter fortgeschrittenen Stecklinge im Boden und die weniger oder gar nicht aktiven Stecklinge im Wasser.
11.02.2023
Die in den Boden eingepflanzten Stecklinge haben begonnen, Blätter zu entwickeln (Abb. 4 Unten). Die Pflanzen mit den stärker entwickelten Blättern standen auf einer Fensterbank, die wärmer war und mehr direktes Sonnenlicht hatte. Die Pflanzen in der Plastikschale (Abb. 4 Rechts) standen aus Platzmangel in einem ungeheizten Raum, der zwar sonnig war, aber kein direktes Sonnenlicht abbekam.
Abb. 4 Die Stecklinge, die am 09.01.2023 in den Boden eingebracht wurden. 11.02.2023
Die weniger fortgeschrittenen Stecklinge (Abb. 5), die im Wasser belassen wurden, befanden sich an einem kühleren Ort ohne direkte Sonneneinstrahlung.
Abb. 5 Stecklinge, die am 09.01.2023 noch keine nennenswerte Wurzelentwicklung gezeigt hatten, wurden wieder in den Behälter gelegt, wobei das untere Ende im Wasser stand. 11.02.2023
Die Stecklinge wurden untersucht und ihre Entwicklung notiert. Es wurde festgestellt, dass die Wurzelentwicklung bei fast allen Stecklingen fortgeschritten ist. Einige der bemerkenswertesten Stecklinge sind unten aufgeführt.
Abb. 6 Der Steckling auf der linken Seite hat die am weitesten fort-geschrittene Wurzelentwicklung. Achten Sie auf die Position der beiden Blattknoten und darauf, dass zwischen ihnen eine Wurzel-entwicklung zu erkennen ist. Dieses Ergebnis ist auch bei anderen Stecklingen zu beobachten.
Abb. 7 Drei Stecklinge, bei denen die Blattknoten relativ dicht beieinander liegen und dieser Bereich in Wasser gelegt war. 
Abb. 8 Fläche zwischen den Blattknoten von Stecklingen, die in Wasser gelegt waren.
Bei den oben in Abb. 6-8 gezeigten Stecklingen fällt auf, dass die Anordnung der Blattknoten enger ist als bei anderen Stecklingen. Außerdem ist zu erkennen, dass sich die Wurzeln nicht nur an den Blattknoten, sondern auch in der Region zwischen den Blattknoten entwickeln.
Noch deutlicher wird das Phänomen beim Vergleich zwischen zwei Stecklingen, bei denen die Blattknotenabstände in größerem Maße variieren. Dies ist in Abb. 9 zu sehen. Der linke Steckling hat größere Abstände zwischen den Blattknoten. Es ist zu erkennen, dass dort die Wurzelentwicklung an beiden Knoten begonnen hat, der Bereich zwischen den Knoten zeigt jedoch keine erkennbaren Anzeichen für eine Wurzelentwicklung.
Abb. 9 Vergleich der Wurzelentwicklung von zwei Stecklingen mit unterschiedlichem Blattknotenabstand.Stecklinge, die Wurzeln gebildet haben, wurden in den Boden eingebracht.
Der Steckling auf der rechten Seite hat einen geringeren Abstand zwischen den Blattknoten und zeigt eine ausgeprägte Wurzelentwicklung im Bereich zwischen den Blattknoten.
Es ist wahrscheinlich, dass andere Faktoren als der Abstand zwischen den Blattknoten einen Einfluss darauf haben, ob die Wurzelentwicklung in dieser Region stattfindet. Vielleicht spielt das Alter des Zweigs eine Rolle… erstes Jahr Wachstum, zweites Jahr oder älter? Oder ist der in Frage stehende Bereich eine Region zwischen zwei aufeinanderfolgenden Wachstumsjahren des Zweigs? Diese Faktoren wurden bei der Entnahme der Stecklinge nicht spezifisch kontrolliert. Das Ziel dieses Versuchs war es, herauszufinden, ob die Stecklinge erfolgreich neue Pflanzen der Weinrebe hervorbringen würden, die in mehreren aufeinanderfolgenden Jahren köstliche Trauben geliefert hat. Die bisherigen Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Vermehrung von Rebstöcken durch Stecklinge relativ einfach ist und dass eine Pflanze sehr viel Material für Stecklinge liefert.
Abb. 10 Die Stecklinge aus der Gruppe, die noch im Wasser war und eine Wurzelentwicklung gezeigt hat, wurden in den Boden eingebracht. 12.02.2023
Zu diesem Zeitpunkt ist der Großteil der Stecklinge in den Boden eingebracht worden. Es gibt jedoch eine Reihe von Stecklingen, die noch keine Wurzeln gebildet haben und noch im Wasser stehen. Außerdem wurden die Stecklinge, die in Abb. 9 verglichen wurden, werden zur Beobachtung der weiteren Wurzelentwicklung im Wasser belassen.
14.02.2023
Der Steckling, der von der Gruppe am stärksten gewachsen ist, sollte in einen größeren Behälter umgesiedelt werden. Als die Pflanze aus dem Behälter entfernt wurde, stellte man fest, dass sich die Wurzeln so weit entwickelt hatten, dass der Behälter zu eng wurde (Abb. 11).
Abb. 11 Der am weitesten fortgeschrittene Steckling der Gruppe. 14.02.2022
Stachelbeere „Hinnonmäki“ Ribes uva-crispa
Die Stachelbeere Hinnonmäki ist einer der Stachelbeersträucher, die in Sachsen gut gediehen sind und reichlich Früchte getragen haben. Am 21.07.22 wurden fünf Stecklinge vom Strauch genommen.
Abb. 1 Fünf Stecklinge von der Stachelbeere „Hinnonmäki“ vom 21.07.22 Die Stecklinge wurden mit Bewurzelungshormonen versetzt und in einen Behälter mit Perlit gelegt. Am 18.10.22 wurden die Stecklinge entfernt und die Wurzelstruktur untersucht. Die Ergebnisse sind auf den nachstehenden Bildern zu sehen.
Abb. 2 Fünf Stecklinge von der Stachelbeere „Hinnonmäki“ vom 18.10.22 Wie in Abb. 2 zu sehen ist, haben alle fünf Stecklinge Wurzeln gebildet. Außerdem haben sich einige dieser Wurzeln fest mit dem Perlit verbunden. Die Stecklinge wurden dann in Töpfe mit einer Mischung aus Blumenerde, Gartenerde und Perlit gesetzt.
Abb. 3 Die fünf Hinnonmäki-Stecklinge nach dem Umpflanzen in Töpfe. 
Heidelbeeren (Vaccinium Corymbosum) Blue Crop und Chandler
11.08.2022
Heidelbeeren sind bekanntlich eine sehr nahrhafte Beere und es bot sich die Gelegenheit, zwei weitere Sorten (Blue Crop und Chandler) zu einem sehr guten Preis zu erwerben…Lidl hatte sie für 3,99€ pro Pflanze im Angebot. Die Pflanzen waren nicht nur relativ preiswert, sondern es zeigte sich auch, dass an mehreren Ästen neues Wachstum vorhanden war. Es war also weiches Holz für Stecklinge vorhanden.
Abb. 1 Heidelbeersorten „Blue Crop“ (links) und „Chandler“ (rechts). 13.08.2022
Abb. 2 Stecklinge von „Blue Crop“ (links) und „Chandler“ (rechts). 
Abb. 3 Vier Stecklinge von „Blue Crop“ und sechs Stecklinge von „Chandler“ wurden entnommen und in angefeuchtetes Perlit gesetzt. 16.11.2022
Ungefähr 3 Monate sind vergangen, seit die Stecklinge in das Perlit gesetzt wurden. Sie wurden entfernt, die Wurzeln untersucht und in eine Mischung aus Erde und Perlit gesetzt.
Die Umpflanzung der Heidelbeere „Blue Crop“
Abb. 4 Heidelbeere „Blue crop“ nach etwa 3 Monaten in der Perlite. Beachten Sie die Feuchtigkeit, die auf dem Behälter sichtbar ist (die sich auf der Innenseite des Behälters befindet) und auch die Porosität des Mediums, in dem sich die Stecklinge befinden. Dies ist ein Vorteil der Verwendung von Perlit als Substrat für die Stecklingsvermehrung. Es hält die Feuchtigkeit sehr gut und bietet auch einen Zugang für Luft. Unter diesen Bedingungen werden die Stecklinge mit der nötigen Feuchtigkeit versorgt, aber sie werden nicht so schnell matschig.
Abbildung 5 zeigt die Stecklinge, nachdem sie aus dem Substrat entfernt worden sind. Einer der Stecklinge ist abgestorben. Bei den anderen drei noch lebenden Stecklingen scheint sich jedoch keine Wurzel zu entwickeln.
Abb. 5 Die vier „Blue Crop“-Stecklinge, die sich seit etwa 3 Monaten im Substrat befinden. Beachten Sie jedoch die Stelle, an der der Steckling von der Pflanze abgetrennt wurde. Dieser Bereich ist in einem vergrößerten Bild unten dargestellt. In diesem Bereich hat sich das Pflanzengewebe weiterentwickelt. Die Untersuchung der Stecklinge der Heidelbeeren „Chandler“ zeigt eine ähnliche Entwicklung und auch eine weitere Entwicklung.
Abb. 6 Vergrößerter Bereich des linken Stecklings in Abbildung 5, der die Entwicklung des Bereichs zeigt, in dem der Steckling vom Stamm abgetrennt wurde. Die drei verbleibenden Blue Crop“-Stecklinge wurden in eine Mischung aus Perlit, Gartenerde und Blumenerde gepflanzt.
Abb 7. Die drei verbleibenden „Blue Crop“-Stecklinge wurden am 13.08.22 entnommen und am 16.11.22 in eine Mischung aus Perlit, Gartenerde und Blumenerde gepflanzt. Heidelbeere „Chandler“
Von den sechs ursprünglichen Stecklingen der Blue berry Chandler überlebten vier und zeigten eine fortgeschrittenere Wurzelentwicklung. Die beiden, die nicht überlebt haben, waren vielleicht nicht tief genug im Perlit und vertrockneten.
Abb. 8 Die Stecklinge der Heidelbeere „Chandler“, die am 13.08.22 entnommen wurden. 
Abb. 9 Die 4 überlebenden Stecklinge der Chandler-Heidelbeere zeigen verschiedene Stadien der Wurzelentwicklung. Es ist zu erkennen, dass die beiden Stecklinge der Chandler-Heidelbeere auf der linken Seite in Abb. 9 eine viel weiter fortgeschrittene Wurzelentwicklung aufweisen als die Stecklinge auf der rechten Seite. Außerdem ist zu bemerken, dass der Steckling auf der rechten Seite, der sich in den Anfängen der Wurzelentwicklung befindet, die gleiche Form von Pflanzengewebe aufweist wie der Steckling von Blue Crop in den Abbildungen 5 und 6.
Abb. 10 Stecklinge der Heidelbeere „Chandler“ in einer Perlit-Erde-Mischung. Die vier Chandler-Stecklinge sowie ein weiterer, der im August von der Mutterpflanze abgebrochen und ebenfalls als Steckling behandelt wurde, wurden in eine Mischung aus Perlit, Gartenerde und Blumenerde gesetzt.
Bei der Betrachtung der Bilder der Wurzelentwicklung ist zu erkennen, dass die gesamte Wurzelentwicklung an der Stelle stattgefunden hat, an der die Stecklinge von der Mutterpflanze abgetrennt wurden. An den Blattknoten wurde keine Wurzelentwicklung festgestellt.
Dafür könnte es folgende Gründe geben:
1) Die Feuchtigkeit reichte nicht aus, um die Wurzelentwicklung weiter oben am Stamm zu fördern, wo sich die Blattknoten befanden.
2) An den Blattknoten war die Rinde nicht aufgebrochen, was die Wurzelentwicklung gefördert hätte.
3) Die Heidelbeerpflanze bildet ihre Wurzeln bevorzugt dort, wo der Stamm von der Mutterpflanze abgetrennt wird, und nicht an den Blattknoten.Bei der nächsten Entnahme von Stecklingen von Heidelbeerpflanzen werden diese Möglichkeiten in Betracht gezogen und die Stecklinge und das Substrat entsprechend konfiguriert, um die genannten Möglichkeiten zu testen.
Johannisbeere Titania (Ribes nigrum)
Die Beeren dieser Sorte schwarzer Johannisbeeren schienen süßer zu sein als die der Rosentahls Langtraubige. Dies stimmt mit der Werbung für die beiden Sträucher überein. Die Titania wurde als „süß-sauer“ und die Rosenthals Langtraubige als „sehr sauer“ beworben. Sie halten sich auch über drei Wochen im Kühlschrank.
Die Rosenthals Langtraubige wurde letzten Herbst durch Hartholzstecklinge vermehrt (von denen fünf überlebten), und die Titania wird jetzt vermehrt.
Abb.1 Johannisbeere Titania Mutterpflanze.
Abb. 2 Fünf Stecklinge wurden am 30.07.2022 aus der Mutterpflanze entnommen. Die Stecklinge wurden über Nacht in Wasser gelegt. Die Stecklinge wurden so beschnitten, dass sich mindestens drei Blattknoten unter dem Pflanzsubstrat befanden.
Abb.3 Der Stamm des Stecklings, der mit Perlit bedeckt werden sollte, wurde mit einem Bewurzelungsgel beschichtet, das das Bewurzelungshormon Indol-Buttersäure (IBA) enthielt.
01.08.2022 Von der Mutterpflanze wurden acht weitere Stecklinge entnommen.
16.08.2022
Abb. 4 Johannisbeere Titania Stecklinge, die am 31.07. entnommen wurden. Es ist zu beachten, dass das neue Wachstum zu sehen ist. Die älteren Blätter sind viel dunkler grün und/oder zeigen Anzeichen von Austrocknung.
Abb. 5 Johannisbeere Titania Stecklinge, die am 31.07. entnommen wurden. Auch an diesen Stecklingen ist neues Wachstum zu sehen. 
Johanniskrautöl-Creme für gereizte und trockene Haut
Unsere Johanniskrautöl-Creme haben wir entwickelt, um die Symptome von trockener und gereizter Haut zu lindern. Das zum Öl verarbeitete Johanniskraut stammt aus eigenem Anbau und wird im Rahmen unseres Permakulturprojekts in Sachsen angebaut und geerntet.
Zwei der Bestandteile der Creme, die ihr ihre Wirkung verleihen, sind Johanniskrautöl und kolloidales Hafermehl. Die positive Wirkung dieser beiden Inhaltsstoffe auf die Linderung von Hautreizungen ist bereits seit der Antike bekannt. Doch erst durch die Entwicklung moderner Analysemethoden konnte der Mechanismus, der für die in der Antike beobachteten Wirkungen verantwortlich ist, schlüssig erklärt werden.
Zwei bioaktive Bestandteile des Johanniskrauts, die sich in mehreren Studien als reizlindernd erwiesen haben, sind Hyperforin und Hypericin [1-5]. Diese beiden Bestandteile werden zusammen mit vielen anderen sekundären Stoffwechselprodukten durch ein Mazerationsverfahren aus den Johanniskrautblüten extrahiert, und das Öl wird zur Herstellung der Creme verwendet. Die traditionelle Methode zur Herstellung von Johanniskrautöl besteht darin, das Johanniskraut in ein mit Olivenöl gefülltes Glasgefäß zu geben und dieses an einem sonnigen Ort, z. B. auf der Fensterbank, aufzustellen. Durch die von Heinrich et al. durchgeführten Untersuchungen wurde jedoch festgestellt, dass Mandelöl die sekundären Metaboliten besser aus dem Pflanzenmaterial extrahiert als Olivenöl [6]. Darüber hinaus spielen die Beleuchtungsbedingungen und die Temperatur eine Rolle für die Konzentration der extrahierten Sekundärmetaboliten [7]. Die Mazerationsbedingungen, die für die Herstellung des Johanniskrautöls gewählt wurden, liegen bei 40°C in einem abgedunkelten Behälter. Nach den Angaben von Heinrich et al. sollten sich diese Bedingungen am günstigsten auf die Konzentration der Sekundärmetaboliten im Johanniskrautöl auswirken. Die Erhöhung der Temperatur auf 40°C gegenüber der Raumtemperatur hat im Vergleich zu den anderen untersuchten Sekundärmetaboliten die deutlichste Auswirkung auf die Hypericinkonzentration (Anstieg um ca. 86%) im Johanniskrautöl [7].
Wundheilende Wirkungen wurden auch beobachtet, wenn Johanniskrautöl auf Bereiche der Epidermis aufgetragen wurde, die durch verschiedene Prozesse geschädigt worden waren [5,8]. Die Untersuchung des Wirkmechanismus hat ergeben, dass die wundheilende Aktivität des Extrakts aus Hypericum perforatum hauptsächlich auf die Erhöhung der Stimulation der Kollagenproduktion der Fibroblasten und die Aktivierung von Fibroblastenzellen in polygonaler Form zurückzuführen ist, die eine Rolle bei der Wundheilung spielen, indem sie den beschädigten Bereich schließen [9,10].
Kolloidales Hafermehl hat sich bei der Linderung der Symptome epidermaler Erkrankungen wie Xerosis [11], atopischer Dermatitis [12] und Psoriasis [13] als wirksam erwiesen. Es wurde die Hypothese aufgestellt, dass die nachgewiesene Fähigkeit von kollodialem Hafermehl, Juckreiz zu lindern und mäßig bis stark trockene Haut zu beleben und gleichzeitig die Funktion des Stratum corneum zu verbessern, auf seine entzündungshemmende und antioxidative Wirkung zurückzuführen ist [14]. Die Fähigkeit von kolloidalem Hafermehl, gegen epidermale Beschwerden, die mit einer Reizung einhergehen, wirksam zu sein, scheint auf seine Fähigkeit zurückzuführen zu sein, verschiedene Prozesse zu unterbrechen, die zu einer Entzündung führen. Eine Untersuchung dieser Mechanismen wurde von Reynertson et al. durchgeführt, und die Einzelheiten werden in ihrer Veröffentlichung erörtert [14].Zusätzlich zu seinen entzündungshemmenden und antioxidativen Eigenschaften hat kolloidales Hafermehl die Fähigkeit bewiesen, den transepidermalen Wasserverlust (TEWL) zu verringern. Dies ist auf das Vorhandensein der Polysaccharide Stärke und Beta-Glucan [15,16] in Hafer zurückzuführen, die die Fähigkeit haben, Feuchtigkeit zu binden. Wenn kolloidales Hafermehl in Wasser dispergiert wird, lagert es feine Partikel auf der Haut ab und bildet eine zähflüssige okklusive Barriere. Das polysaccraide Beta-Glucan weist in Lösungen eine Viskosität auf, die die anderer biologischer Hydrokolloide übertreffen kann und wesentlich zu den wasserbindenden Eigenschaften von Hafer beiträgt. Der okklusive und wasserbindende kolloidale Film hält die Feuchtigkeit im Stratum cornium und verbessert so den Zustand trockener Haut [14].
References
1) L. Dellafiora, G. Galaverna, G. Cruciani, C. Dall’Asta, R. Bruni, „On the Mechanism of Action of Anti-Inflammatory Activity of Hypericin: An In Silico Study Pointing to the Relevance of Janus Kinases Inhibition“, Molecules, 23(12), 2018, 3058
2) E. Tedeschi, M. Menegazzi, D. Margotto, H. Suzuki, U. Förstermann, H. Kleinert „Anti-Inflammatory Actions of St. John’s Wort: Inhibition of Human Inducible Nitric-Oxide Synthase Expression by Down-Regulating Signal Transducer and Activator of Transcription-1 (STAT-1 ) Activation“ J Pharmacol Exp Ther., 307(1), 2003, 254-61
3) A. Koeberle, A. Rossi, J. Bauer, F. Dehm, L. Verotta, H. Northoff, L. Sautebin, O. Werz „Hyperforin, an anti-inflammatory constituent from St. John’s wort, inhibits microsomal prostaglandin E2 synthase-1 and suppresses prostaglandin E2 formation in vivo“, Front Pharmacol. 2011 Feb 18;2:7
4) M. Berköz, O. Allahverdiyev, M. Yildirim „Investigation of the effect of Hyperforin and hypericin on inflammatory response in RAW 264-7 Micropflanges“, Van Tip Dre, 25(2), 2018, 124-131
5) U. Wölfle, G. Seelinger, C. M. Schempp „Topical application of St. Johns Wort (Hypericum preforatum)“, Planta Med., 80(2-3), 2014, 109-20
6) M. Heinrich, V. Vikuk, R. Daniels, F. C. Stintzing, D. R. Kammerer, „Characterization of Hypericum perforatum L. (St. John’s wort) macerates prepared with different fatty oils upon processing and storage“ Phytochemistry Letters, 20, 2017, 470-480
7) M. Heinrich, R. Daniels, F. C. Stintzing, D. R. Kammerer, „Comprehensive phytochemical characterization of St. John’s wort (Hypericum perforatum L.) oil macerates obtained by different extraction protocols via analytical tools applicable in routine control“ Pharmazie., 72(3), 2017, 131-138.
8) S. Samadi, T. Khadivzadeh, A. Emami, N. S. Moosavi, M. Tafaghodi, H. R. Behnam, „The Effect of Hypericum perforatum on the Wound Healing and Scar of Cesarean“, J Altern Complement Med., 16(1), 2010, 113-7.
9) N. Oztürk, S. Korkmaz, Yusuf Oztürk, „Wound healing activity of St. Johns Wort (Hypericum perforatum L.) on chicken embryonic fribroblasts“, J Ethnopharmacol., 111(1), 2007, 33-9
10) M. Dikmen, Y. Oztürk, G. Sagratini, M. Ricciutelli, S. Vittori, F. Maggi, „Evaluation of the Wound Healing Potentials of Two Subspecies of Hypericum perforatum on Cultured NIH3T3 Fibroblasts“, Phytother Res., 25(2), 2011, 208-14
11) A. N. Kalaaji, W. Wallo „A randomized controlled clinical study to evaluate the effectiveness of an active moisturizing lotion with colloidal oatmeal skin protectant versus its vehicle for the relief of xerosis“, J Drugs Dermatol. 13(10), 2014, 1265-8. PMID: 25607563.
12) Allais B, Friedman A. „ARTICLE: Colloidal Oatmeal Part II: Atopic Dermatitis in Special Populations and Clinical Efficacy and Tolerance Beyond Eczema“, J Drugs Dermatol.19(10), 2020, s8-s11
13) J.F. Fowler Jr, H. Woolery-Lloyd, H. Waldorf, R. Saini „Innovations in natural ingredients and their use in skin care“, J Drugs Dermatol. (6 Suppl), 2010, S72-81; quiz s82-3
14) K. A. Reynertson, M. Garay, J. Nebus, S. Chon, S. Kaur, K. Mahmood, M. Kizoulis, M. D. Southall, „Anti-Inflammatory Activities of Colloidal Oatmeal (Avena sativa) Contribute to the Effectiveness of Oats in Treatment of Itch Associated With Dry, Irritated Skin“, J Drugs Dermatol. 2015;14(1):43-48.
15) L. Z. Wang and P. J. White. „Structure and physicochemical properties of starches from oats with different Lipid contents“, Cereal Chem. 71, 1994, 443-450
16) A. Ahmad, F. M. Anjum, T. Zahoor, H. Nawaz, Z. Ahmed, „Extraction and characterization of beta-D-glucan from oat for industrial utilization“, Int J Biol Macromol. 46(3), 2010, 304-9.
Erdbeere „Ostara“ (Fragaria x ananassa Ostara)
Die Erdbeersorte „Ostara“ ist eine immer tragende Sorte, deren Beeren zwischen Juli und November des Jahres zu finden sind.
Ich habe im Herbst 2019 einige Ostara-Erdbeerpflanzen im Angebot erworben und sie im darauffolgenden Frühjahr, als das Wetter es zuließ, angepflanzt. Obwohl die Pflanzen nur kleine Kronen waren, als ich sie erwarb, und sich in einem Zustand der Winterruhe befanden, der sie wie tot erscheinen ließ, trugen sie im ersten Jahr Früchte. Im Dezember 2021 hatten die Pflanzen das zweireihige Beet gut vermehrt.
Abb. 1 19.12.2021 Zweireihiges Beet mit Ostara-Erdbeeren. Die Pflanzen haben sich in den zwei Sommern, in denen sie angebaut wurden, sehr gut vermehrt.
Wie in Abb.1 zu sehen ist, haben die Pflanzen eine Dichte erreicht, bei der sie entfernt und geteilt werden müssen. Die Sanierung des Bettes wurde im Dezember 2021 begonnen. Die ausgewachsenen Pflanzen wurden entfernt und das Beet wurde erweitert, um drei Reihen Erdbeeren anzubauen.
Nach dem Entfernen der ausgewachsenen Pflanzen lässt sich der Wachstumsfortschritt erkennen. Was als eine kleine Krone im ruhenden Zustand begann, hat sich zu einer ziemlich großen Gemeinschaft von einzelnen Kronen entwickelt.
Abb. 2 Eine ausgewachsene Erdbeerpflanze, die aus dem Anzuchtbeet entfernt wurde.
Die Struktur der ausgewachsenen Erdbeerpflanzen kann man erkennen, wenn man die Erde entfernt und die Pflanze von unten untersucht.
Abb. 3: Die Wurzeln und die Kronen einer ausgewachsenen Erdbeerpflanze, wie man sie sieht, wenn die Erde entfernt wird.
Die ausgewachsenen Pflanzen können in einzelne Kronen geteilt werden, aus denen neue Erdbeerpflanzen hervorgehen. Von der Pflanze in Abb. 3 wurden 17 Kronen ausgeteilt, die neu gepflanzt werden können.
Abb. 4 Die ausgewachsene Erdbeerpflanze in Abb. 3 nach der Teilung in Kronen für die Neuanpflanzung.
Bei der Teilung der reifen Pflanzen und der Neubepflanzung der Kronen wurden drei Punkte beobachtet:
1) Die Erdbeerpflanzen sind recht widerstandsfähig und können den Teilungsprozess sehr gut überstehen.
2) Die ausgewachsenen Pflanzen können in recht kleine Kronen geteilt werden, aus denen dann neue Pflanzen hervorgehen. Viele der in Abb. 4 dargestellten Kronen könnten weiter aufgeteilt worden sein und hätten trotzdem neue Pflanzen hervorgebracht.
3) Eine reife Erdbeerpflanze kann in eine überraschend große Anzahl von Kronen geteilt werden, aus denen neue Pflanzen wachsen können. Die in Abb. 3 dargestellte Pflanze, von der die geteilten Kronen dargestellt sind, ist im Vergleich zu der Mehrzahl der aus dem Beet entfernten ausgewachsenen Pflanzen eine relativ kleine Pflanze. Es kann vermutet werden, dass diese Pflanze aus einem Ableger einer der ursprünglichen Kronen, die am Anfang des Beetes gepflanzt wurden, entstanden ist.Erweiterung des Bettes
Wie in Abb. 1 dargestellt, bestand das ursprüngliche Beet aus zwei Reihen. Es wurde auf drei Reihen mit einem Abstand von ca. 55 cm zwischen den Reihen und einem Abstand von 35 cm zwischen den Pflanzen verbreitert.
Abb. 5 Entfernen von ausgewachsenen Pflanzen und Ausweitung des Erdbeerbeetes. Oben auf dem Bild sind noch Reste der beiden ursprünglichen Reihen zu sehen, die noch nicht entfernt wurden.
Nachdem alle ausgewachsenen Pflanzen entfernt worden waren, wurde das Beet für die Bepflanzung mit den ausgeteilten Kronen vorbereitet. Die Zugabe von Kompost vor dem Einsetzen der Pflanzen wird von ihnen immer begrüßt.
Abb. 6 Das renovierte Beet mit drei Reihen von Erdbeerpflanzen. Die letzte Reihe der Pflanzen ist vor dem Mulchen mit Grasschnitt zu sehen.
Nach dem Einsetzen der Pflanzen wird das Beet gemulcht. In diesem Fall wurde Grasschnitt verwendet. Aufgrund des relativ großen Verhältnisses zwischen Feld und Beeten ist während der Vegetationsperiode frischer Grasschnitt verfügbar.
Das ursprüngliche Erdbeerbeet ist jetzt nur noch ein Erdbeerbeet im Projekt. Die überraschend große Menge an Kronen, die für die Anpflanzung neuer Pflanzen zur Verfügung standen, ermöglichte es, mehrere größere Erdbeerbeete anzulegen. Ein großer Teil der Pflanzen wurde verschenkt, weil nicht genügend vorbereitete Fläche für sie zur Verfügung stand.
11-12.06.2022
Die eingepflanzten Erdbeerpflanzen sind angewachsen und haben begonnen zu produzieren. Diese Pflanzen im vorderen Teil des Beetes wurden am 02.01.2022 eingepflanzt.
Abb. 7 Erdbeerbeet im Anzuchtbeet 1a: Links: Das Beet am 02.01. als die Pflanzen eingesetzt wurden. Rechts: Das Beet am 12.06. Abb. 8 Erdbeerpflanzen im Anzuchtbeet 1a, die am 02.01.2022 gesetzt wurden.
Wie in Abb. 8 zu sehen ist, haben die Erdbeerpflanzen, die am 02.01. geflanzt wurden, Früchte getragen. Die Beeren sind kleiner als bei den ausgewachsenen Pflanzen, die im letzten Jahr vor der Teilung produziert wurden. Wenn man jedoch bedenkt, dass die Pflanzen etwas mehr als 5 Monate alt sind und sich vom Teilungsprozess erholen mussten, sind die Ergebnisse nicht schlecht.
Nachdem die Beeren geerntet waren, wurde das Unkraut, das durch die Mulchdecke hindurchgewachsen war, entfernt und eine weitere Schicht Grasschnitt aufgebracht. Die anderen Erdbeerpflanzen wurden ähnlich behandelt.
Abb. 9 Erdbeerpflanzen im Beet 1a nach dem Aufbringen einer zusätzlichen Schicht von Grasschnitt.
Die Erdbeersorte „Ostara“ ist eine Erdbeersorte, die zweimal im Jahr Beeren tragen kann. Wenn alles gut geht, kann man im Herbst mit einer zweiten Beerenernte rechnen.
16.07.2022
Die Sorte „Ostara“ ist als „ewig tragend“ bekannt, und man kann sehen, warum dieser Name für diese Sorte angemessen ist. Am 16. Juli tragen die Pflanzen reife Erdbeeren, und es ist auch zu sehen, dass Blüten und unreife Beeren vorhanden sind. Diese Eigenschaft ist wünschenswert, wenn man eine Pflanzensammlung anlegen möchte, die während der gesamten Vegetationsperiode einen kontinuierlichen Nachschub an Beeren liefert.
Abb. 10 Ostara-Erdbeeren am 16. Juli. Beachten, daß nicht nur reife Beeren vorhanden sind, sondern auch grüne Beeren und Blüten.
Abb. 11 Außerdem sind an den Ausläufern einiger Pflanzen, die im zeitigen Frühjahr ins Beet gesetzt wurden, Erdbeeren und Blüten zu sehen. Die Pflanze in Abb. 11 ist eine besonders motivierte Pflanze, die sich schneller vermehrt als die meisten anderen Pflanzen.
